sponsor

sponsor

Slider

Recent Tube

Aquascape

Produk

Pakan Ikan

Analisis

Budidaya

Ikan Hias

Kandungan Gizi Chlorella sebagai Pakan Alami

Pytoplankton adalah sumber pakan alami untuk berbagai organisme, terutama pada budidaya merupakan pakan alami yang sangat cocok untuk larva ikan. Chlorella dan jenis Rotifera maupun jenis phytoplankton lainnya dikenal sebagai produser primer dan berada pada tropik level pertama. Peranan phytoplankton tersebut sebagai pakan alami bagi biota – biota laut yang lain, khususnya biota laut herbivora. Kelimpahan phytoplankton di suatu perairan tidak lepas dari proses deposit sejumlah zat – zat organik melalui proses fotosintesis, yang terjadi pada tumbuhan yang mengandung klorofil (Alam Ikan 1).

Kelimpahan jumlah phytoplankton dapat berhasil apabila proses fotosintesa tersebut akan mendukung proses reproduksi dan menghasilkan kelimpahan phytoplankton yang cukup tinggi. kelimpahan phytoplankton pada suatu perairan pada dasarnya merupakan konversi dari berbagai nutrisi yang dapat dipergunakan oleh phytoplankton untuk menunjang kehidupan dan reproduksi. Potensi phytoplankton sebagai pakan alami telah dikenali pada upaya kultivasi benih udang dan ikan di hatchery. Jenis – jenis phytoplankton pakan alami seperti Skeletonema costatum, Dunaliella sp.,Tetraselmis chuii, Chlorella sp.(Alam Ikan 2)


ProteinLemak Karbohidrat
>37%-55%>10%>17%
KisaranOmega 3Omega 6Omega 9
Asam lemak0,9-3,7%15-38%0,2-15%
Chlorella seperti jenis Artemia, Rotifera dan Moina Sp dapat bereproduksi dalam waktu yang singkat 1-2 hari. 

Klasifikasi chlorella
Filum : Chlorophyta
Kelas : Chlorophyceae
Ordo : Chlorococcales
Famili : Chlorellaceae
Genus : Chlorella
Spesies : Chlorella sp.

Morfologi dan habitat chorella
Sel Chlorella berbentuk bulat, hidup soliter, berukuran 2-8 ┬Ám. Dalam sel Chlorella mengandung 50% protein, lemak serta vitamin A, B, D, E dan K, disamping banyak terdapat pigmen hijau (klorofil) yang berfungsi sebagai katalisator dalam proses fotosintesis (Alam Ikan 3).

Sel Chlorella umumnya dijumpai sendiri, kadang-kadang bergerombol. Protoplast sel dikelilingi oleh membrane yang selektif, sedangkan di luar membran sel terdapat dinding yang tebal terdiri dari sellulosa dan pektin. Di dalam sel terdapat suatu protoplast yang tipis berbentuk seperti cawan atau lonceng dengan posisi menghadap ke atas. Pineroid-pineroid stigma dan vacuola kontraktil tidak ada (Alam Ikan 4).

Warna hijau pada alga ini disebabkan selnya mengandung klorofil a dan b dalam jumlah yang besar, di samping karotin dan xantofil (Alam Ikan 5).

Chlorella tumbuh pada salinitas 25 ppt. Alga tumbuh lambat pada salinitas 15 ppm, dan hampir tidak tumbuh pada salinitas 0 ppm dan 60 ppm. Chlorella tumbuh baik pada suhu 200 C, tetapi tumbuh lambat pada suhu 32 o C. Tumbuh sangat baik sekitar 20 o -23 o C(Alam Ikan 6).

Reproduksi
Menurut (Alam Ikan 7) Chlorella sp. berkembang biak dengan membelah diri membentuk autospora. Sedangkan pada waktu membelah diri membentuk autospora, Chlorella sp. melalui empat fase siklus hidup (Alam Ikan 8).

Reproduksi Siklus Hidup Chlorella Keempat fase tersebut adalah :
  1. Fase pertumbuhan (growth), periode perkembangan aktif sel massa yaitu autospora tumbuh menjadi besar.
  2. Fase pematangan awal (early revening), autospora yang telah tumbuh menjadi besar mengadakan persiapan untuk membagi selnya menjadi sel-sel baru.
  3. Fase pematangan akhir (late revening), sel-sel yang baru tersebut mengadakan pembelahan menjadi dua.
  4. Fase autospora (autospora liberation), pada fase ini sel induk akan pecah dan akhirnya terlepas menjadi sel-sel baru.
 CARA STERILISASI
a.        Sterilisasi Peralatan yang digunakan untuk isolasi Phytoplankton
Sterilisasi peralatan yang akan digunakan untuk isolasi dapat menggunakan autoclave dengan suhu 1210C dan tekanan 1 kg/cm3 atau menggunakan oven pada suhu sekitar 1050C.
Mula-mula peralatan isolasi yang terdiri atas tabung reaksi, cawan petri, pipet ukur, dan lain-lain dicuci dengan air tawar dan detergen yang kemudian diletakkan di rak dan ditunggu hingga kering. Setelah kering, cawan petri dan pipet ukr dibungkus dengan kertas krap, sedangkan tabung reaksi ditutp dengan karet penutup, terutama apabila sterilisasinya menggunakan autoclave. Tetapi apabila menggunakan oven, peralatan tidak perlu dibungkus kertas, cukup dimasukkan kedalam tabung stainless, kemudian ditutup rapat dan dislotip dengan slotip tahan panas. Peralatan tersebut disusun dalam autoclave kemudian ditutup rapat. Sterilisasi dengan autoclave berjalan 15 menit pada suhu 1210C dengan tekanan 1 kg/cm3. Sedangkan menggunakan oven berjalan 5 jam pada suhu 1050C.

b.        Sterilisasi Media Kultur
Sterilisasi media kultur dapat dilakukan dengan autoclave. Media yang akan disterilisasi mula-mula dimasukkan kedalam botol atau erlenmayer bersih. Selanjutnya botol atau erlenmayer tersebut ditutup dengan kapas atau gabus, dan diatasnya ditutup kembali dengan aluminium foil dan diikat dengan slotip. Selanjutnya botol atau erlenmayer yang telah berisi media tersebut disusun rapi dalam autoclave dan siap untuk disterilisasi.

c.         Sterilisasi Alat
Alat-alat yang cukup besar sehingga tidak dapat masuk kedalam autoclave atau oven, dapat disterilkan dengan cara kimia, misalnya dengan HCl atau chlorine. Peralatan kultur yang sudah dicuci bersih direndam dengan HCl 10% selama 2 hari, kemudian dibilas dengan air tawar. Selain itu dapat dengan merendam peralatan pada larutan chlorine 150 mg/l selama 12-24 jam, kemudian dinetralisir dengan 40-50 mg/l Na-Thiosulfat dan dibilas dengan air tawar hingga bau chlorine hilang.

d.        Sterilisasi Media tidak Tahan Panas
Media pengkaya yang tidak tahan panas, misalnya vitamin, disterilisasi dengan penyaringan. Saringan yang digunakan 2,5-3 mikron. Media tersebut selanjutnya ditempatkan dalam wadah yang steril dan ditutup rapat dengan aluminium foil.

e.         Sterilisasi pada Kultur semi Out-door dan Out-door/missal
Untuk kultur missal sterilisasi alat dan bahan dilakukan dengan cara chlorinisasi karena cara ini lebih cepat, ekonomis, dan secara tekhnis mudah dilaksanakan. Cara chlorinisasi tersebut adalah sebagai berikut: bak dicuci bersih dengan menggunakan sabun/detergen lalu disterilkan dengan larutan Na-Thiosulfat 40-50 mg/l. Terakhir bak dibilas dengan air tawar sampai bersih dan bau chlorine hilang.
Air sebagai media kultur juga dapat disterilkan dengan menggunakan chlorine. Air laut yang akan digunakan sebelumnya disaring, lalu disterilkan dengan chlorine 60 mg/l selama minimal 1 jam dan dinetralisir dengan larutan Na-Thiosulfat 20 mg/l untuk menghilangkan sisa-sisa chlorine dalam air laut hingga bau chlorine hilang. Air yang telah steril disimpan dalam bak yang tidak tembus sinar dan ditutup dengan penutup tidak tembus sinar untuk mencegah pertumbuhan lumut atau phytoplankton lain yang tidak dikehendaki.

TEKHNIK BUDIDAYA Chlorella sp
Ada beberapa tahapan yang dilakukan dalam kultur Chlorella sp, yaitu koleksi dan isolasi.
1.         Koleksi
Koleksi bertujuan untuk mendapatkan species Chlorella sp dari alam untuk dikultur secara murni. Pengambilannya dialam dapat menggunakan plankton net. Chlorella sp yang diperoleh dapat dikembangkan dengan menggunakan pupuk
2.         Isolasi
Ada beberapa metode untuk mengisolasi phytoplankton, khusus untk fitoplankton jenis Chlorella sp menggunakan metode isolasi goresan. Metode ini sangat baik digunakan untuk mengisolasi phytoplankton sel tunggal seperti Chlorella sp.

Metode ini menggunakan media agar-agar. Agar-agar sebanyak 1,5% dicampur dengan air laut pada salinitas tertentu, kemudian dipanaskan hingga mendidih dan larut sempurna berwarna kuning jernih.
Selama proses pemanasan harus diaduk terus menerus untuk mencegah terjadinya kerak atau penggumpalan. Setelah pemanasan selesai, larutan agar-agar tersebut kemudia diangkat dan ditunggu sampai agak dingin baru dilakukan pemupukan dengan menggunakan pupuk Allen Miquel (untuk sekala laboratorium) dengan komposisi KNO3 20,2 gr, Akuades 100 gr, sedangkan untuk skala massal ukuran 1-4 ton digunakan pupuk teknis yang terdiri dari: KNO3 100 gr/ton, FeCl3 3 gr/ton, dan NaH2PO4. 10 H2O 10 gr/ton dan sesuai dosis yang diinginkan.

Larutan agar-agar yang telah dipupuk disterilisasi dengan autoclave (121 0C, 15 menit) atau pengukusan sekitar 30 menit. Bahan-bahan pengkaya yang tidak tahan panas harus disterilkan secara terpisah. Angkat dan biarkan agak dingin, sekitar 50 0C. Selanjutnya dituangkan kedalam cawan petri yang sudah steril dengan tebal kurang lebih 3 mm atau kedalam tabung reaksi yang sudah steril dalam posisi miring. Agar miring pada tabung reaksi tersebut biasa digunakan untuk penyimpanan isolat. Selanjutnya dituang hingga membeku.

Setelah media agar membeku, kemudian ditulari bibit Chlorella sp yang berasal dari air sampel dengan cara goresan menggunakan ose yang telah dibakar dengan pembakar spritus. Bibit digoreskan dalam media agar-agar pada cawan petri dengan pola zig-zag. Untuk mencegah kontaminasi oleh mikroorganisme lain maka cawan petri ditutup atau disegel dengan isolasi.

Untuk penumbuhan, cawan petri atau tabung reaksi tersbeut diletakkan pada rak kultur serta disinari dengan dua buah lampu TL 40 watt secara terus menerus. Cawan petri diletakkan dalam posisi terbalik. Hal ini dilakukan untuk menghindari terjadinya proses pengeringan akibat penyinaran dengan lampu TL secara terus menerus atau terjadinya penetesan embun dari bagian tutup cawan petri ke media agar-agar.

Setelah beberapa hari inokulum akan tampak tumbuh pada goresan media agar-agar, tetapi masih dicampur dengan phytoplankton jenis lain, kemudia dilakukan penggoresan berulang-ulang pada media agar-agar yang sama sampai diperoleh bibit yang benar-benar murni. Isolate yang diinkubasi dalam ruangan ber AC untuk menjaga kestabilan suhu 25-27 0C. isolate juga dapat dipindah kecawan petri yang lain atau pada agar miring dalam tabung reaksi apabila diperlukan.

Hasil kultur murni dari media agar-agar dikembangkan pada media cair dalam tabung reaksi dengan volume media kultur 10 ml. bibit diambil dengan jarum ose yang steril kemudia dipindah ke tabung rekasi decara aseptis. Sebelumnya Chlorella sp yang tumbuh pada permukaan agar-agar diperiksa lebih dahulu dengan cara memindahkan phytoplankton pada gelas objek yang telah diberi media kultur 1 tetes. Selanjutnya dilakukan pengamatan dibawah mikroskop. Apabila phytoplankton yang diamati sesuai dengan keinginan kemudian dilakukan inokulasi pada tabung reaksi yang berisi air laut yang telah diperkaya oleh unsure hara dan ditumbuhkan. Larutan diaduk dengan cara dikocok sesering mungkin selama masa kultur. Apabila bibit pada tabung reaksi tersebut telah tumbuh dengan baik, maka phytoplankton tersebut (Chlorella sp) dapat dikembangkan kedalam botol-botol kultur yang lebih besar.

 PERTUMBUHAN PLANKTON (Chlorella sp)
Pertumbuhan phytoplankton dalam kultur dapat ditandai dengan bertambah besarnya ukuran sel atau bertambah banyaknya jumlah sel. Hingga saat ini kepadatan sel digunakan secara luas untuk mengetahui pertumbuhan phytoplankton dalam kultur pakan alami. Ada empat fase pertumbuhan, yaitu:
1.         Fase Istirahat
Sesaat setelah penambahan inokulum kedalam media kultur, populasi tidak mengalami perubahan. Ukuran sel pada saat ini pada umumnya meningkat. Secara fisiologis phytoplankton sangat aktif dan terjadi proses sintesis protein baru. Organism mengalami metabolism, tetapi belum terjadi pembelahan sel sehingga kepadatan sel belum meningkat.
2.         Fase Logaritmik/Eksponsial
Fase ini diawali oleh pembelahan sel dengan laju pertumbuhan tetap. Pada kondisi kultur yang optimum, laju pertumbuhan pada fase ini mencapai maksimal.
3.         Fase Stasioner
Pada fase ini, pertumbuhan mulai mengalami penurunan dibandingkan dengan fase logaritmik. Pada fase ini laju reproduksi sama dengan laju kematian. Dengan demikian penambahan dan pengurangan jumlah phytoplankton relative sama ata seimbang sehingga kepadatan phytoplankton tetap.
4.         Fase Kematian
Pada fase ini laju kematian lebih cepat daripada laju reproduksi. Jumlah sel menurun secara geometric. Penurunan kepadatan phytoplankton ditandai dengan perubahan kondisi optimum yang dipengaruhi temperature, cahaya, pH air, jumlah hara yang ada, dan beberapa kondisi lingkungan yang lain.

PENGHITUNGAN KEPADATAN PHYTOLANKTON (Chlorella sp)
Penghitungan kepadatan plankton digunakan sebagai salah atu ukuran mengetahui pertumbuhan phytoplankton, mengetahui kepadatan bibit, kepadatan pada awal kultur, dan kepadatan pada saat panen. Kepadatan phytoplankton dapat dihitung dengan menggunakan Hemacytometer.

Hemacytometer banyak digunakan untuk menghitung sel-sel darah. Untuk dapat mempergunakan alat-alat ini perlu alat yang lain yaitu mikroskop dan pipet tetes. Untuk memudahkan penghitungan phytoplankton yang diamati biasanya menggunakan alat bantu hand counter.

Hemacytometer merupakan suatu alat yang terbuat dari gelas yang dibagi menjadi kotak-kotak pada dua tempat bidang pandang. Kotak tersebut berbentuk bujur sangkar dengan sisi 1 mm, sehingga apabila ditutup dengan gelas penutup volume ruangan yang terdapat diatas bidang bergaris adalah 0,1 mm atau 10-4 ml. Kotak bujur sangkar yang mempunyai sisi 1 mm tersebut dibagi lagi menjadi 25 buah kotak bujur sangkar, yang masing-masing dibagi lagi menjadi 16 kotak bujur sangkar kecil.

Cara penghitungan kepadatan phytoplankton dengan Hemacytometer adalah sebagai berikut: Hemacytometer dibersihkan dan dikeringkan terlebih dahulu dengan tissue. Kemudian gelas penutupnya dipasang. Phytoplankton yang akan dihitung kepadatannya diteteskan dengan menggunakan pipet tetes pada bagian parit yang melintang hingga penuh. Penetesan harus hati-hati agar tidak terjadi gelembung udara dibawah gelas penutup. Selanjutnya Hemacytometer tersebut diamati dibawah mikroskop dengan pembesaran 100 atau 400 kali dan dicari bidang yang berkotak-kotak. Untuk mengetahui kepadatan phytoplankton dengan cara menghitung phytoplankton yang terdapat pada kotak bujur sangkar yang mempunyai sisi 1 mm. apabila jumlah phytoplankton yang didapat adalah N, maka kepadatan phytoplankton adalah N x 104 sel/ml.

PEMANENAN
Berdasarkan pola pertumbuhan phytoplankton, maka pemanenan phytoplankton harus dilakukan pada saat yang tepay yaitu pada saat phytoplankton tersebut mencapai puncak populasi. Apabila pemanenan phytoplankton terlal cepat atau belum mencapai puncak populasi, sisa zat hara masih cukup besar sehingga dapat membahayakan organism pemangsa karena pemberian phytoplankton pada bak larva kebanyakan dengan cara memindahkan massa air kultur phytoplankton. Sedangkan apabila pemanenan terlambat maka sudah banyak terjadi kematian phytoplankton sehingga kualitasnya turun. Khusus untuk phytoplankton jenis Chlorella sp pemanenan dilakukan pada saat 4 hari karena phytoplankton tersebut mencapai puncak populasi pada saat hari ke 4 setelah pembibitan maka sebaiknya segera dipanen.

Pemanenan phytoplankton dapat dilakukan dengan berbagai macam alat sesuai dengan kebutuhan dan jumlah phytoplankton. Adapun peralatannya antara lain : centrifuge, plate separator, dan berbagai macam filter. Pemanenan dapat dilakukan secara total atau sebagian. Apabila panen dilakukan sebagian, phytoplankton yang telah siap dipanen diambil sebanyak 2/3 bagian. Kemudian kedalam sisa phytoplankton yang 1/3 bagian tersebut ditambahkan air laut dengan salinitas tertentu (10-20 ppt). selanjutnya dilakukan pemupukan sekitar ½ dosis. Panen sebagian ini sebaiknya dilakukan tidak lebih dari tiga kali pada bak budidaya yang sama, setelah itu harus dilakukan panen total.

PASCA PANEN
Chlorella sp yang telah dipanen memiliki banyak peranan yang sangat penting, baik sebagai pakan alami larva terutama larva ikan kakap putih, ikan kakap merah, dan ikan kerapu, juga sebagai green water pada pemeliharaan berbagai jenis larva. Bahkan kini banyak digunakan dalam system pengolahan dan penanggulangan air limbah. Chlorella sp ternyata sudah dikonsumsi manusia dan sangat mudah didapatkan dipasaran dalam berbagai bentk, seperti tablet, sirup, permen, shampoo, sabun, handbody lotion, dan lain-lain.

Hasil pemanenan dapat disimpan dalam bentuk kering didapat dari hasil penjemuran phytoplankton konsentrat dibawah sinar matahari.penjemuran dilakukan dalam kotak penjemuran bertenaga surya yang dapat menghasilkan udara panas dengan suhu sekitar 70 0C. Dengan suhu ini komposisi gizi phytoplankton terutama protein tidak rusak. Chlorella sp yang kering yang didapat disimpan dalam botol-botol yang tertutup rapat. Pengeringan juga dapat dilakukan dengan menggunakan oven. Phytoplankton freeze (beku) didapat dari hasil penyimpanan phytoplankton yang telah dipadatkan didalam freezer.

PEMELIHARAAN STOK MURNI
Untuk memelihara kesinambungan kultur phytoplankton perlu dilakukan pemeliharaan stok murni. Stok murni dapat disimpan dalam media agar-agar dan media cair serta disimpan dalam lemari pendingin. Penyimpanan stok murni dalam media cair dilakukan dalam tabung reaksi volume 10 ml, diberi pupuk dan tanpa aerasi, tetapi harus dilakukan pengocokan setiap hari. Biakan stok murni ini diletakkan pada rak kultur dengan pencahayaa lampu TL. Biakan stok murni ini harus diganti seminggu sekali. Penyimpanan stok murni dalam lemari pendingin dapat bertahan sampai satu bulan, dan sebaiknya segera digunakan dan diganti dengan stok murni yang baru.

Explanation :
Alam Ikan 1 : Hutagalung & Sutomo, 1983
Alam Ikan 2 : Boney ( 1989 
Alam Ikan 3 : Sachlan, 1982
Alam Ikan 4 : Vashista, 1979
Alam Ikan 5 : Volesky, 1970
Alam Ikan 6 : Hirata, 1981
Alam Ikan 7 : Presscott (1978
Alam Ikan 8 : hase, 1962; Kumar and Singh, 1981

Sepandai - pandainya tupai melompat sesekali jatuh juga, Sepandai - pandainya seseorang sekali waktu ada salahnya pula. 
Semoga Bermanfaat